— чаще других фототрофов вступают в симбиотические отношения с другими организмами в природе;
— в симбиозах осуществляют различные метаболические функции: с автотрофами играют роль азотфиксаторов, с гетеротрофами обеспечивают партнеров продуктами фотосинтеза;
— способны выделять в среду углеводы, аминокислоты, пептиды, витамины, гормоны;
— в процессе фотосинтеза выделяют кислород, которые растения в процессе дыхания потребляют;
— находят практическое применение в улучшении обеспечения растений связанным азотом.
Препятствием могут служить различные требования к условиям культивирования: у клеток растений оптимум pH 5–5.5, а цианобактерий нейтрально-щелочной (7-10); для растительных клеток температурный оптимум 24–27 °C, для бактерий — 30–40 °C; концентрация минеральных солей в среде для выращивания растительных клеток выше, чем требуется для цианобактерий.
В исследованиях, проведенных на кафедре клеточной физиологии и иммунологии МГУ, проверялись различные сочетания партнеров, с использованием как каллусных, так и суспензионных культур. Был отмечен ряд физиологических реакций: от ингибирования одного партнера другим до взаимной стимуляции процессов жизнедеятельности.
В суспензионных культурах клеток табака и Anabaena nidulans отмечено следующее:
— взаимная стимуляция роста, когда в условиях, неоптимальных для роста каждого компонента системы, происходила взаимная стимуляция;
— двухфазность ростовых процессов: за пиком роста цианобактерий следует пик роста растительных клеток, сопровождающийся частичной деградацией цианобактерий. Предполагается, что в первой фазе роста отношения партнеров носят характер мутуализма;
— цианобактерии адсорбируются на поверхности клеток, проникают вглубь клеточных агрегатов, но часть партнеров остается в суспензии в свободном состоянии;
— растительные клетки потребляют продукты фотосинтеза цианобактерий;
— между клетками растений и микроорганизмов устанавливаются метаболические взаимодействия, которые могут привести к стимуляции видоспецифических биосинтезов растительных клеток.
Ассоциации каллусных тканей с цианобактериями получали двумя способами:
— использовали изолированные протопласты, выделенные из дефицитных по хлорофиллу участков мезофилла листа,
— использовали каллус, выделенный из бесхлорофильного участка листа, к которому подсевали суспензию A.variablis.
При этом каллусные культуры стабильно росли не менее 2 лет. Антагонизма не было.
Добавляя в среду ауксины и цитокинины, удалось вызвать органогенез у каллуса табака, ассоциированного с цианобактерией. Сформировались белые побеги регенерантов табака с участками сине-зеленого цвета, содержащими бактерии. В регенерантах из каллуса цианобактерии имели внутритканевую локализацию и обнаруживались только в листьях. Их также находили на поверхности листа, стебля (рис. 26), в сосудистой системе, устьицах.
Рис. 26. Цепочки Anabaena variabilis в углублениях складчатой поверхности стебля табака
(по Р. Г. Бутенко и др., 1987)
Результаты по получению ассоциаций цианобактерий с растениями — регенерантами представляют интерес в связи с проблемой повышения доли биологически связанного азота в азотном питании растений.
МЕТОДЫ СОХРАНЕНИЯ ГЕНОФОНДА
При получении клеточных линий с полезными признаками встает проблема сохранения этих признаков. Растения могут хранить генетическую информацию в семенах, однако этот источник не вполне надежен, так как со временем из-за мутаций всхожесть семян падает. Кроме того, некоторые растения размножаются только вегетативно. Этим обусловлена необходимость сохранения части материала in vitro. С другой стороны, в некоторых случаях удается получить новые клеточные линии, синтезирующие большее количество вторичных метаболитов, то есть более продуктивные, которые тоже нуждаются в сохранении.
Для исследования физиологических и биохимических процессов, протекающих в тканях, также требуются стандартные исходные культуры, чем вызвана необходимость сохранять материал в течение определенного промежутка времени, когда идут серийные эксперименты. Все это делает проблему сохранения генофонда весьма актуальной.
Можно, конечно, пассировать и перевивать клеточные культуры. Однако при этом возникает опасность сомаклональной изменчивости, накопления мутаций, контаминаций (заражения чужеродным генетическим материалом). Это также требует определенных финансовых и трудовых затрат (необходимость частых пересадок, расходы, связанные со средой и т. д.). Цель исследователей состоит в увеличении интервала между пересадками. Существует разные подходы к сохранению куль-
— криосохранение,
— замедление роста,
— сушка (распылительная и лиофильная) — для клеток микроорганизмов.
Криосохранение
Криосохранение — замораживание при сверхнизких температурах. Обычно его проводят в жидком азоте, при температуре -196 °C.
Успех низкотемпературной консервации зависит от ряда факторов:
— вид и тип клеток,
— их концентрация в суспензии,
— состав среды для консервирования,
— вид и концентрация криопротектора,
— режим охлаждения и отогрева,
— способ реабилитации клеток после отогрева.
Существенную роль в успешном замораживании клеток играет их морфофизиологическое состояние: клетки, находящиеся в стационарной фазе роста, менее устойчивы к повреждающему действию низкотемпературной консервации, чем клетки, находящиеся в экспоненциальной фазе роста. Клетки для замораживания отбирают в середине экспоненциальной фазы ростовой кривой.
Немаловажное значение имеет и плотность замораживаемой суспензии. Оптимальные результаты по восстановлению клеток были получены при замораживании клеточной суспензии плотностью 1∙105-5∙106 клеток в 1 мл.
Для растительных клеток часто требуется предварительное культивирование в особых условиях. В среду добавляют различные вещества, например:
— 2–6 % маннит или сорбит для уменьшения размера вакуолей;
— аминокислоты, в первую очередь пролин, который служит для связывания воды в клетке (концентрация до 1 моля или 11,5 %), аспарагин, γ-аминомасляную кислоту слоту;
— диметилсульфоксид (ДМСО), который добавляют к среде для предкультивирования в концентрации от 2,5 до 10 % на 48 часов для увеличения проницаемости цитоплазматической мембраны;
— кроме того, применяют искусственное закаливание к холоду, когда снижают температуру культивирования, имитируя естественный осенний процесс подготовки к периоду зимнего покоя (применим только для растений умеренного климата). Клеточные культуры выдерживают несколько суток при температуре +8 — +10 °C, а затем при +2 — +5 °C в течение 1–6 недель.
Процесс замораживания растительных клеток от животных отличает, в основном, наличие этапа предварительного культивирования.
Криопротекторы — вещества, позволяющие снизить повреждающее действие физико-химических факторов при криоконсервировании. К ним относятся сахароза, декстран, этиленгликоль, поливинилпирролидон, диметилсульфоксид (ДМСО), глицерин. Для определения токсичности криопротектора клетки выдерживают при комнатной температуре в различных его концентрациях в течение 30–50 минут, после чего определяют их жизнеспособность. Дополнительно оценивают его протективные свойства путем пробного замораживания и оттаивания культур. Наиболее часто в качестве криопротекторов используют глицерин и ДМСО. Перед добавлением криопротектора суспензию клеток концентрируют путем центрифугирования, надосадочную жидкость сливают. Криопротекторы вносят в культуру за час до замораживания, что приводит к изменению проницаемости мембраны, изменению точки замерзания и оттаивания.
